简介
来源：《蛋白质与蛋白质组学实验指南》<link />
操作方法
真核细胞结构组分的差异去垢剂分离实验基本方案
原理
差异去垢剂分离法（differentialdetergentfract10nat10n,DDF)包括使用一系列含不同去垢剂的PIPES缓冲液对细胞进行连续抽提，首先是毛地黄皂苷，其次是Triton,最后是Tween/脱氧胆酸盐。这些步骤产生4种在生化和电泳上相异的组分(见图3.3和表3.7)。包括：
①胞质蛋白和可抽提的细胞骨架组分。用镁沉淀的方法可以从这个组分中初步
纯化出微管组分（见本方案的附加方案：用镁沉淀微管蛋白和微管结合蛋白）。
②膜和细胞器蛋白。使用TritonX-114可以富集完整的
③核膜蛋白和可抽提的核蛋白。
④抗去垢剂的细胞骨架纤维和核基质蛋白。骨架结合蛋白及其相互作用可进一步用不同浓度的脲来抽提、分析。
<link />材料与仪器
悬浮或单层细胞培养物
去垢剂提取缓冲液 PBS 丙酮 裂解缓冲液
离心机 冷冻干燥机
步骤
细胞制备
①在冰上预冷细胞培养物，然后用冰浴的盐溶液、PBS或其他的非变性缓冲液洗2〜3次。保存1份洗涤缓冲液（贮存在-70℃)以备将来进行样品校正，或用于酶、蛋白或RNA分析的对照材料。
②选择下面合适的方法来处理悬浮液或单层培养物。处理悬浮培养物：悬浮培养的细胞所需的DDF体积取决于细胞的湿重或细胞数量。
a.转移一小管悬浮培养物到已称重的塑料小管中，然后短暂地离心；
b.倒出培养基，并称出细胞沉淀的湿重；
c.进行悬浮细胞的去垢剂分离部分的第①步。
处理单层培养物：单层培养物所需DDF的体积取决于培养细胞的平面区域的大小或细胞数量。
a.测出培养瓶或培养皿的表面积，或是计算一个有代表性的培养皿中细胞的数目；
b.进行单层细胞培养物的去垢剂分离部分的第①步。
悬浮细胞的去垢剂分离
通过连续地加入和去除DDF缓冲液来操作DDF，所有的提取过程都是在冰上进行，并温和地搅动。注意提取次数对重复性是很重要的。提取物在用于实验前应一直放在冰上，或冰冻保存（最好是-70℃)。测出每一种去垢剂提取物的回收体积，并计算净产量或分布百分比。每一种DDF缓冲液，都应保存一小管，以备将来进行样品校正，或用于实验的对照材料。
①每克（湿重）洗过的细胞沉淀中加入5倍体积冰冷的毛地黄皂苷提取液缓冲液。温和地旋转，重悬细胞沉淀。
②冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动，直到被通透化（permeabilized)的细胞达95%〜100%(约10min)(用台盼蓝染色排除法估计）。
实验提示：在不同组分分离之间保持提取次数的一致是非常重要的。
③480g离心提取混合物10min。
④转移上清到另一干净的试管中。测定上清（胞质组分）的体积后，把胞质组分分装到几个小管中，并把它们存在-70℃条件下。此为CYTO组分（见图3.3和表3.7)。
⑤用5倍沉淀体积（相对于细胞沉淀的最初重量)的冰浴TritonX-10O提取缓冲液仔细地重悬毛地黄皂苷不溶的沉淀，以获得均一的悬浮液。在DDF这一方案中，TritonX-114可以替代TritonX-100，双向凝胶电泳分析提取组分的结果表明二者没有明显的区别。相对于TritonX-100,TritonX-114具有更低的熔点（TritonX-100熔点为60℃;TritonX-114熔点为20℃)，并在非变性温度下可以将样品分为高脂相（lipid-rich phase)和低脂相（lipid-poor phase),因而可以对膜整合蛋白和膜外周蛋白，以及可溶的细胞器内含物进行亚组分分离。
⑥冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动细胞30min。
⑦5000g离心提取混合物10min。
⑧转移上清液至另一个干净试管中，测量上清液（膜、细胞器组分）的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为MO组分（见图3.3和表3.7)。
⑨Triton提取残渣用Tween-40/脱氧胆酸钠提取缓冲液重新悬浮，其体积为Triton提取（第⑤步）时所用体积的1.5倍。使用特氟隆（Teflon)滑壁玻璃匀浆器(smooth-walled glass homogenizer)，以中等速度研磨介质5次，使沉淀重新悬浮。
⑩6780g•离心抽提混合物10min。
⑪转移上清液至另一个干净试管中，测量上清液（核组分）的体积，分装核组分后于-70℃条件下贮存。此为NUC组分（见图3.3和表3.7)。
⑫将含有1.2mmol/L PMSF的冰浴PBS(pH7.4)加到抗去垢剂沉淀中，使用Tef10n研磨3次以重悬沉淀，然后12000g离心10min,收集沉淀。
⑬重复步骤⑫两次以上，以彻底清洗沉淀。
⑭去上清，用90%丙酮（-20℃预冷）洗沉淀一次。
⑮过夜冻干沉淀（细胞骨架/核基质组分）。
⑯在已知重量的离心管中测出沉淀的重量，于-70℃条件下贮存样品。此为CSK/MAT组分（见图3.3和表3.7)。
通常情况下细胞悬浮液的CSK/MAT组分的产率很高。因而，贮存冷冻干燥的沉淀组分更为方便，用时只需用非变性的细胞骨架溶解缓冲液来重悬已测定过重量的沉淀。
⑰进行蛋白浓度的测定部分的操作。
单层细胞培养物的去垢剂分离
通过连续地加人和去除DDF缓冲液对DDF进行操作。所有的提取过程都是在冰上进行的，并温和地搅动。注意提取次数对重复性是重要的。实验前，提取物应维持冰浴，或冰冻保存（最好是-70℃)。测出每一组去垢剂提取物的回收体积，并计算净产量或分布的百分比。每一种DDF缓冲液要保存一小管以作随后的样品校准或作为实验的对照材料。
①直接加1ml冰浴的毛地黄皂苷提取缓冲液到T-25培养瓶中的单层培养细胞上。典型的T-25培养瓶能容纳约5X106个细胞。T-75培养瓶或100mm培养皿应加人3ml的毛地黄皂苷提取缓冲液。
②冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动细胞悬浮液，直到95%〜100%的细胞被通透化（约10min)(用台盼蓝染色排除法[Trypanblueexclus10n]检测）。
实验提示：维持不同组分分离的提取次数的一致性是非常重要的。③倾斜培养瓶，将液体（胞质组分）倒入一个小的培养會。残余溶液用吸管转移入培养管中。测定胞质组分的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为CYTO组分（见图3.3和表3.7)。
④每个T-25培养瓶（约5X106个细胞）中加入ImlTriton提取缓冲液。在DDF这一方案中，TritonX-114可以替代TritonX-100，双向凝胶电泳分析提取组分的结果表明二者没有明显的区别。相对于TritonX-100,TritonX-114具有更低的熔点（TritonX-100熔点为60℃;TritonX-114熔点为20℃),并在非变性温度下可以将样品分为高脂相（Hpid-rich phase)和低脂相（lipul-poorphase),因而可以对膜整合蛋白和膜外周蛋白，以及可溶的细胞器内含物进行亚组分分离。
⑤冰浴条件下在台式混合器上温和地晃动细胞30min。
⑥倾斜培养瓶，将液体（膜和细胞器组分）到入一个小培养管中，残余溶液用吸管转移人培养管中。测定该组分的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为CYTO组分（见图3.3和表3.7)。
⑦每个T-25培养瓶（约5X106个细胞）中加入0.5〜1.0ml Tween-40/脱氧胆酸钠提取缓冲液体来提取单层细胞。
⑧倾斜培养瓶，将液体（核组分）到入一个小培养管中，残余溶液用吸管转移入培养管中。测定核组分的体积，分装后在-70℃条件下贮存。此为NUC组分（见图3.3和表3.7)。
⑨用PBS在原位浸没单层细胞。
⑩向培养瓶中加入1〜3ml的无β-巯基乙醇的非变性细胞骨架溶解缓冲液，对抗去垢剂残渣进行提取。倾晃培养瓶以悬浮残渣。测量体积（细胞骨架和基质组分），分装后在-70℃条件下贮存。此为CSK/MAT组分（见图3•3和表3•7)。非变性细胞骨架溶解缓冲液的体积取决于细胞类型和培养时间（即胞外基质的量）。一般，1〜3ml是合适的范围。
⑪进行蛋白浓度的测定部分的操作。
蛋白浓度的测定
①在冰上融化去垢剂缓冲液和提取物。
②用水稀释毛地黄皂苷/EDTA和Triton/EDTA提取物（对于悬浮培养物的提取物加入4倍体积的水，单层培养物的提取物中加人2〜3倍体积的水）。Tween/DOC提取物则不用稀释。
③在无β-巯基乙醇的细胞骨架溶解缓冲液中溶解冷冻干燥的CSK/MAT沉淀。每10mg(干重）沉淀使用1ml缓冲液。如果需要可以对单层培养物的CSK/MAT进行稀释。
④每个样品取20〜50μL，用BCA方法测定，重复两次。另一种测定蛋白质浓度的方法是Peterson的福林（Folin)-酸法，该方法对于去垢剂的干扰不敏感。建议不使用标准的10wry方法，因为在实验中会有由垢剂诱导的凝聚发生。
使用双向凝胶电泳分析蛋白质组分
不同细胞类型的DDF样品可用于二维PAGE分析，包括IEF和非平衡pH梯度电泳（non-equilibrium pH gradient electrophoresis, NEpHGE)。新鲜的或融化的DDF提取物（置于冰上）首先要标准化，使蛋白含量相同，然后添加固体脲至终浓度9.5mol/L。
① 于10μL的样品，加入85mg脲和15μL 10×0’Fairell裂解缓冲液，加热至室温作用。
② 于干燥的CSK提取物，可在1×O’FarreIl裂解缓冲液中直接溶解。
③ 于非还原SDS缓冲液中的CSK提取物，通过加入固体脲和加入10×o’Farrell裂解缓冲液，至终浓度9.5mol/L。加固体脲和10×O’Farrell裂解缓冲液，以便尽可能地减少由稀释带来的影响，并尽可能地检测低丰度蛋白。稍微加热样品有利于脲的溶解，但是避免过热（增加温度/或延长加热时间），否则可能会导致人为的氨基甲酰化。
④使用2D电泳分析DDF样品。
⑤LEF凝胶含有3.5%两性电解质（2%对应PH5〜8，1%对应pH3〜10，0.5%对应pH2〜5)，样品需要电泳9800V.h,其中在最后1个小时用800V聚焦。
⑥NEpHGE凝胶含有2%两性电解质（PH3〜10)，样品需电泳2400V•h。通常在15〜60μL的样品含量达到25〜100μg的蛋白，就足以通过考马斯亮蓝或放射自显影观察到；低丰度蛋白可通过银染检测到。实验表明，样品中的去垢剂缓冲液的体积多少不会对IEF凝胶pH梯度的线性范围产生不利的影响。但是，含有Tween/DOC的样品可能引起向低pH的轻微漂移。
注意事项
常见问题
<link /> 附加方案：去垢剂提取物中RNA的分离
原理
应用异硫氰酸胍/苯酚/氯仿的方法可从去垢剂提取物中分离总RNA。<link />材料与仪器
步骤
①每1倍体积的去垢剂提取物中加入3倍体积的RNA提取缓冲液，反复倾晃4次
以使蛋白变性。
②每一个样品中加入：
0.1倍体积的2mol/L醋酸钠（PH4.0)
1倍体积的水饱和苯酚
0.2倍体积的氯仿
每加入一种组分就剧烈混匀。把样品置于冰上，静置15min。
③离心样品，10000g，20min。
④用吸管小心地将上层的水相转移到另一干净的小管中。加人等体积的异丙醇，颠倒小管以混匀样品。把小管存放在-20℃过夜，沉淀RNA。
⑤次日，离心样品，10000g，15min。
⑥小心地除去上清，并翻转小管，排尽液滴。
⑦用1ml75%乙醇洗RNA沉淀，然后将其转移至干净的1.5ml的离心管中。100000g离心10min。
⑧在离心真空干燥机上干燥RNA沉淀5min。
⑨用30〜50μL的0.1%SDS溶液（含有1mlEDTA)重悬RNA，65℃水浴加热样品10min.
⑩在微型离心机上离心2min.以澄清溶液。
⑪转移澄清的上清液至另一个试管中。为了定量和鉴定纯度，将一管RNA溶液稀释250倍（如4μLRNA中加入996jbtl水），并测出在260nm和280nm处的吸光值。A260/A280的比值一般为1.45士0.15。
利用DDF分离RNA的结果
①通过DDF分离的总RNA的产量（每个100mm培养瓶的RNA的质量，为459mg±18mg)—般比对照的RNA(289mg±42.5mg)高。对照RNA是通过直接在未经组分分离的细胞上加入异硫氰酸胍所做的平行实验。
②对于成骨细胞，毛地黄皂苷/EDTA提取物中的RNA占胞内总RNA的约17%，Triton提取物中约为29%，而核/抗去垢剂组分约为54%。
③从DDF提取物上制备的RNA可以很容易地在琼脂糖甲醛凝胶上进行分离（见图3.4)，并可用标准方法进行Northern杂交。用这种方法，可以观察到完整mRNA的清晰条带，并且可以通过比较不同组分中mRNA的差异找出细胞不同阶段或不同处理所致的mRNA区域特异分布的变化。
④在胞质提取物中富含tRNA,在核/细胞骨架组分中富含rRNA。与对特定亚细胞区域的选择性分离的结果一致（见图3.4)。
⑤不同阶段和不同处理的DDF组分中特定mRNA的分布不同，这表明使用DDF分离RNA为平行观察蛋白分析过程中mRNA的定位和移动(trafficking)提供了一个新的方法。
<link />注意事项
要点提示：玻璃器皿和试剂的准备要格外小心，避免因RNA酶的污染引起RNA降解；烘烤所有玻璃器皿4h以上（300℃),这些器皿只用于RNA分离过程；用超纯水C用DEPC处理，并高压灭菌）配制RNA缓冲液/溶液；样品要冰浴；用无菌的细胞培养用的10ml塑料吸管吸取样品，取2.0ml去垢剂提取物，该体积有利于分离RNA的操作，其样品含量足够蛋白质和RNA分析所用，包括Northern杂交；一般，3倍体积的GIT缓冲液1倍体积的去垢剂提取物是分离完整RNA所需的最小比例，比例再小会引起RNA的降解。<link />常见问题
<link />附加方案：用镁沉淀微管蛋白和微管结合蛋白
原理
胞质提取物中的微管蛋白和微管结合蛋白（MAP)，可以通过37℃孵育，然后用镁沉淀的方法与其他的胞质成分分离<link />材料与仪器
步骤
① 加入0.1mol/L MgCl2，将一管毛地黄皂苷/EDTA提取物（主方案中的CYTO组分）的Mg2+含量调至7〜35mmol/L。37℃孵育样品20〜30min。所使用的毛地黄皂苷/EDTA提取物的体积取决于实验目的。镁的终浓度取决于最初材料的来源。通常，35mmol/L的镁是过多的，多用于以完全回收蛋白为目的的实验。
②离心8min沉淀微管蛋白和微管结合蛋白。
③转移上清液至一干净的小管中。用咪唑缓冲液（pH7.5)或其他合适的缓冲液洗沉淀，并用细胞骨架溶解缓冲液重悬沉淀，然后测定蛋白浓度和进行电泳分析。
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